Étude d'une technique de bloc du nerf maxillaire chez le cobaye (Cavia porcellus) : étude cadavérique comparant deux volumes d'injection.
Étude d’une technique de bloc du nerf maxillaire chez le cobaye (Cavia porcellus) : étude cadavérique comparant deux volumes d’injection.
Fleissner N, Doss GA, Snyder CJ, Sage AM. Investigation of a maxillary nerve block technique in guinea pigs (Cavia porcellus): A cadaveric study comparing two injectate volumes. Vet Anaesth Analg. 2024 Jan;51(1):90-96
Les cobayes possèdent une dentition hypsodonte aradiculaire (également appelée élodonte) composée d’incisives et de dents jugales à racines ouvertes et à croissance continue. Cette croissance constante doit être équilibrée par une usure dentaire continue physiologique. Tout processus interférant avec la croissance normale ou l’usure des tissus dentaires peut entraîner une mécanique de mastication anormale. Ces processus peuvent être classés comme primaires (congénitaux) ou secondaires (alimentation inadaptée, traumatisme, néoplasie, malocclusion infectieuse des incisives ou des dents jugales) et peuvent entraîner une usure anormale des dents, suivie d’une croissance excessive. Selon la gravité du trouble dentaire présent, une intervention chirurgicale peut être indiquée. Des interventions telles que l’extraction dentaire, la prise en charge des abcès et le débridement des tissus mous et osseux ont été décrites chez le cobaye et sont connues pour être particulièrement douloureuses d’où l’intérêt d’utiliser une anesthésie locorégionale.
L’objectif de cette étude était d’étudier et de décrire une approche extra-orale pour réaliser un bloc du nerf maxillaire chez le cobaye.
Matériel et méthodes
Pour cette étude cadavérique prospective, randomisée, descriptive et en aveugle, 14 cadavres de cobayes adultes ont été utilisés. Deux cadavres ont servi dans un but anatomique, via une dissection pour détermination de la technique et de l’abord du nerf maxillaire. Un bloc du nerf maxillaire par voie infra-orbitaire a ensuite été réalisé sur 12 cadavres.
Pour cette technique, le cadavre a été placé en décubitus latéral, et le foramen infra-orbitaire a été identifié par palpation extra-orale, crâniale et ventrale par rapport au canthus médial de l’œil. L’apophyse zygomatique a été facilement palpée, avec une encoche latérale. Une aiguille hypodermique de 25G, de 1,27 cm a été utilisée pour l’injection. L’aiguille a été insérée par voie percutanée dans le foramen infra-orbitaire, médialement par rapport à l’encoche latérale de l’apophyse zygomatique, dirigée caudalement et parallèlement au maxillaire. La pointe de l’aiguille a été légèrement avancée dans le canal infra-orbitaire, jusqu’au niveau du canthus médial. Après chaque injection, une pression digitale a été appliquée sur le foramen infra-orbitaire pendant 10 secondes dès le retrait de l’aiguille.
Un faible volume (0,1 ml) ou un volume élevé (0,2 ml) dilué de bleu de méthylène a été injecté aléatoirement à droite ou à gauche. Le côté controlatéral a été utilisé pour le deuxième volume. Le nerf maxillaire a été disséqué après chaque injection par un investigateur ne connaissant pas le volume injecté. La zone de distribution du colorant a été identifiée et un score de précision (0-2) a été attribué en fonction du degré de coloration. La coloration nerveuse était considérée comme adéquate si 6mm de coloration circonférentielle était présente.
Résultats
L’évaluation de la précision a indiqué un dépôt de colorant réussi dans 10/12 injections dans le groupe à faible volume et 8/12 injections dans le groupe à volume élevé. La majorité (79,2 %) des injections ont permis une coloration nerveuse adéquate. Aucune différence statistiquement significative n’a été observée entre les volumes d’injection en termes de précision (p ¼ 0,64) ou d’adéquation (p > 0,99) de la coloration.
En résumé
L’abord infraorbitaire est une méthode simple et pratique pour le bloquer le nerf maxillaire chez le cobaye. Un volume d’injection de 0,1 mL permet une couverture adéquate du nerf maxillaire. Cependant, des études complémentaires sont nécessaires pour évaluer son efficacité en clinique.
Pour aller plus loin
Böhmer E (2021) Small Mammal Dental Surgery. In: Surgery of Exotic Animals. Bennet R, Pye G (eds). Wiley, USA. pp. 338e368.
Capello V (2008) Clinical technique: treatment of periapical infections in pet rabbits and rodents. J Exot Pet Med 17, 124e131.
Capello V, Gracis M, Lennox A (2005) Rabbit and Rodent Dentistry Handbook. Zoological Education Network, USA. pp. 21e26.
Pena T, Campoy L, de Matos R (2020) Investigation of a maxillary nerve block technique in healthy New Zealand White rabbits (Oryctolagus cuniculus). Am J Vet Res 81, 843e848.
Wenger S (2012) Anesthesia and analgesia in rabbits and rodents. J Exot Pet Med 21, 7e16.
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